К возможностям оценки клиренса респираторных отделов лёгких (аналитический обзор)

Гомеостаз органов дыхания обусловлен состоянием их разных защитных механизмов, находящихся в тесной функциональной взаимозависимости, нарушения которых играют принципиальную роль в развитии заболеваний лёгких. Это преимущественно физические, в проводящих дыхательных путях, происходящие благодаря процессам отложения ингалированных веществ и очищения от них лёгких или мукоцилиарному клиренсу, а также осуществляемые за счёт процессов абсорбции функции альвеолярной макрофагально-сурфактантной системы и других иммунологических механизмов, в респираторных отделах лёгких или альвеолярному клиренсу. Наиболее труднодоступным и, следовательно, наименее изученным является клиренс респираторных отделов лёгких или альвеолярный клиренс, что требует более детального рассмотрения возможностей его оценки для повышения точности диагностики и расширения возможностей лечения заболеваний лёгких. С этой целью проведен анализ соответствующей литературы с использованием баз данных биомедицинской научной информации, включая такие, как Index Medicus, PubMed, Embase, Cochrane реестр клинических исследований ClinicalTrials.gov и патентные базы. В результате оценены разные способы определения клиренса респираторных отделов лёгких, в разных аспектах отражены их достоинства и недостатки, установлены целесообразность и перспективы их использования. В заключении отмечается, что наиболее доступным и при этом информативным и недорогим методом, позволяющим оценивать состояние клиренса респираторных отделов лёгких, является бронхоальвеолярный лаваж (БАЛ) и исследование бронхоальвеолярной жидкости (БАЛЖ) разными способами. Метод конфокальной лазерной эндомикроскопии (КЛЭМС) в области практической пульмонологии пока не оправдал надежд, оставаясь прилагаемым в научной медицине. Весьма перспективным представляется неинвазивный радиоаэрозольный метод исследования альвеолярного клиренса in vivo, требующий адаптации к современным условиям.

1. Кобылянский В.И. Мукоцилиарная система: фундаментальные и прикладные аспекты. М.: Бином, 2008. 416 с.

2. Кобылянский В.И. Морфофункциональные изменения в проводящих и респираторных отделах бронхолегочной системы при COVID-19. Инфекционные болезни: новости, мнения, обучение. 2021;10(2):69-77. https://doi.org/10.33029/2305-3496-2021-10-2-69-77

3. Paul A., Marelli D., Shennib H., King M., Wang N.S., Wilson J.A., Mulder D.S., Chiu R.C. Mucociliary function in autotransplanted, allotransplanted, and sleeve resected lungs. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1989;98(4):523-528.

4. Bhashyam A.R., Mogayzel P.J. Jr, McGrath-Morrow S., Neptune E., Malinina A., Fox J., Laube B.L. A pilot study to examine the effect of chronic treatment with immunosuppressive drugs on mucociliary clearance in a vagotomized murine model. PLoS One. 2012;7(9):e45312. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0045312

5. Kapnadak S.G., Raghu G. Lung transplantation for interstitial lung disease. Eur. Respir. Rev. 2021;30(161):210017. https://doi.org/10.1183/16000617.0017-2021

6. Kapnadak S.G., Raghu G. Lung transplantation for interstitial lung disease. Eur. Respir. Rev. 2021;30(161):210017. https://doi.org/10.1183/16000617.0017-2021

7. Cimpoca Raptis B.A., Panaitescu A.M., Peltecu G., Gica N., Botezatu R., Popescu M.R., Macri A., Constantin A., Pavel B. Pulmonary Alveolar Proteinosis and Pregnancy: A Review of the Literature and Case Presentation. Medicina (Kaunas). 2022;58(8):984. https://doi.org/10.3390/medicina58080984

8. Salvaterra E., Campo I. Pulmonary alveolar proteinosis: from classification to therapy. Breathe (Sheff). 2020;16(2):200018. https://doi.org/10.1183/20734735.0018-2020

9. Kadota N., Nakahira N., Miyauchi M., Naruse K., Takeuchi E., Shinohara T. Usefulness of bronchoalveolar lavage (BAL) in the diagnosis of pulmonary alveolar proteinosis. QJM. 2022;115(11):767-768. https://doi.org/10.1183/20734735.0018-202010.1093/qjmed/hcac168

10. Bonella F., Bauer P.C., Griese M., Ohshimo S., Guzman J., Costabel U. Pulmonary alveolar proteinosis: new insights from a single-center cohort of 70 patients. Respir. Med. 2011;105(12):1908-1916. https://doi.org/10.1016/j.rmed.2011.08.018

11. Zeng D., Wang C., Mu C., Su M., Mao J., Huang J., Xu J., Shao L., Li B., Li H., Li B., Zhao J., Jiang J. Cell-free DNA from bronchoalveolar lavage fluid (BALF): a new liquid biopsy medium for identifying lung cancer. Ann. Transl. Med. 2021;9(13):1080. https://doi.org/10.21037/atm-21-2579

12. Li T., Liu Y., Zhang W., Lin L., Zhang J., Xiong Y., Nie L., Liu X., Li H., Wang W. A rapid liquid biopsy of lung cancer by separation and detection of exfoliated tumor cells from bronchoalveolar lavage fluid with a dual-layer "PERFECT" filter system. Theranostics. 2020;10(14):6517-6529. https://doi.org/10.7150/thno.44274

13. Kim I.A., Hur J.Y., Kim H.J., Kim W.S., Lee K.Y. Extracellular Vesicle-Based Bronchoalveolar Lavage Fluid Liquid Biopsy for EGFR Mutation Testing in Advanced Non-Squamous NSCLC. Cancers (Basel). 2022;14(11):2744. https://doi.org/10.3390/cancers14112744

14. Lin F.C., Chang G.D., Chern M.S., Chen Y.C., Chang S.C. Clinical significance of anti-GM-CSF antibodies in idiopathic pulmonary alveolar proteinosis. Thorax. 2006;61(6):528-534. https://doi.org/10.1136/thx.2005.054171

15. Thiberville L., Salaün M., Lachkar S., Dominique S., Moreno-Swirc S., Vever-Bizet C., Bourg-Heckly G. Human in vivo fluorescence microimaging of the alveolar ducts and sacs during bronchoscopy. Eur. Respir. J. 2009;33(5):974-985. https://doi.org/10.1183/09031936.00083708

16. Toshima M., Ohtani Y., Ohtani O. Three dimensional architecture of elastin and collagen fiber networks in the human and rat lung. Arch. Histol. Cytol. 2004;67(1):31-40. https://doi.org/10.1679/aohc.67.31

17. Shaheen N.J., Falk G.W., Iyer P.G., Souza R.F., Yadlapati R.H., Sauer B.G., Wani S. Diagnosis and Management of Barrett's Esophagus: An Updated ACG Guideline. Am. J. Gastroenterol. 2022;1;117(4):559-587. https://doi.org/10.14309/ajg.0000000000001680

18. Тибервилль Л., Салаун М., Бург-Хекли Д. Конфокальная микроскопия in vivo от проксимальных бронхов к альвеолярному дереву легких. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2013;15(2):81-108. https://doi.org/10.15825/1995-1191-2013-2-81-108

19. Солодкий В.А., Синеев Ю.В., Иванова О.В., Грунин И.Б., Коломацкая П.Б. Конфокальная лазерная эндомикроскопия в диагностике заболеваний органов желудочно-кишечного тракта. Вестник Российского государственного медицинского университета. 2012;6:17-20.

20. Mecham R.P. Elastin in lung development and disease pathogenesis. Matrix Biol. 2018;73:6-20. https://doi.org/10.1016/j.matbio.2018;01.005

21. Li J., Xu X., Jiang Y., Hansbro N.G., Hansbro P.M., Xu J., Liu G. Elastin is a key factor of tumor development in colorectal cancer. BMC Cancer. 2020;20(1):217. https://doi.org/10.1186/s12885-020-6686-x

22. Black P.N., Ching P.S., Beaumont B., Ranasinghe S., Taylor G., Merrilees M.J. Changes in elastic fibres in the small airways and alveoli in COPD. Eur. Respir. J. 2008;31(5):998-1004. https://doi.org/10.1183/09031936.00017207

23. Honda T., Ota H., Sano K., Yoshizawa A., Fujimoto K., Yamazaki Y., Yamanda T., Haniuda M., Sone S. Alveolar shrinkage in bronchioloalveolar carcinoma without central fibrosis. Lung Cancer. 2002;36(3):283-288. https://doi.org/10.1016/s0169-5002(02)00002-8

24. Yick C.Y., von der Thüsen J.H., Bel E.H., Sterk P.J., Kunst P.W. In vivo imaging of the airway wall in asthma: fibered confocal fluorescence microscopy in relation to histology and lung function. Respir. Res. 2011;12(1):85. https://doi.org/10.1186/1465-9921-12-85

25. Данилевская О.В., Аверьянов А.В., Лесняк В.Н., Сотникова А.Г. Способ диагностики и мониторинга течения заболеваний легких, сопровождающихся накоплением в альвеолах белковых и липидных субстанций. Патент РФ на изобретение № 2593229 от 29.12.2014. Ссылка активна на 26.03.2023. https://yandex.ru/patents/doc/RU2593229C2_20160810

26. Lau C., Abdelmalak B.B., Farver C.F., Culver D.A. Whole lung lavage for lipoid pneumonia. Thorax. 2016;71(11):1066-1067. https://doi.org/10.1136/thoraxjnl-2016-208620

27. Quan M.A., Hoerger J.L., Mullins E.H., Kuhn B.T. A 66-Year-Old Man With Subacute Cough and Worsening Dyspnea Previously Diagnosed With COVID-19 Pneumonia. J. Investig. Med. High Impact Case Rep. 2022;10:2324 https://doi.org/10.1177/2324709621105533

28. Shabbir A., Das A., Sehgal S., Lau C., Highland K.B. A 40-Year-Old Woman with Progressive Shortness of Breath, Cough, and Recurrent "Pneumonia". Ann. Am. Thorac. Soc. 2016;13(5):746-750. https://doi.org/10.1513/AnnalsATS.201510-674CC

29. Thunnissen E., Motoi N., Minami Y., Matsubara D., Timens W., Nakatani Y., Ishikawa Y., Baez-Navarro X., Radonic T., Blaauwgeers H., Borczuk A.C., Noguchi M. Elastin in pulmonary pathology: relevance in tumours with a lepidic or papillary appearance. A comprehensive understanding from a morphological viewpoint. Histopathology. 2022;80(3):457-467. https://doi.org/10.1111/his.14537

30. Bondesson D., Schneider M.J., Silbernagel E., Behr .J, Reichenberger F., Dinkel J. Automated evaluation of probe-based confocal laser endomicroscopy in the lung. PLoS One. 2020;15(5):e0232847. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0232847

31. Маменко И.С., Васильев И.В., Табанакова И.А., Викулова И.В., Асекова Н.Р., Ушков А.Д., Новицкая Т.А., Яблонский П.К. Метод зондовой конфокальной лазерной эндомикроскопии в диагностике идиопатических интерстициальных пневмоний. Пульмонология. 2022;32(4):631-640. https://doi.org/10.18093/0869-0189-2022-32-4-631-640

32. Davidson K.R., Ha D.M., Schwarz M.I., Chan E.D. Bronchoalveolar lavage as a diagnostic procedure: a review of known cellular and molecular findings in various lung diseases. J. Thorac. Dis. 2020;12(9):4991-5019. https://doi.org/10.21037/jtd-20-651

33. Carrington J.M., Hershberger D.M. Pulmonary Alveolar Proteinosis. 2022 Jul 25. In: StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing; 2023 Jan. PMID: 29493933.

34. Devendra G., Spragg R.G. Lung surfactant in subacute pulmonary disease. Respir. Res. 2002;3(1):19. https://doi.org/10.1186/rr168

35. Intepe Н.S., Karacavus S. Assessment of alveolar clearance with technetium-99m-DTPA radio-aerosol in patients who are active, passive and former smokers; preliminary study. European Respiratory Journal. 2012;40:4513.

36. O'Doherty M.J., Peters A.M. Pulmonary technetium-99m diethylene triamine penta-acetic acid aerosol clearance as an index of lung injury. Eur. J. Nucl. Med. 1997;24(1):81-87. https://doi.org/10.1007/BF01728316

37. Susskind H. Technetium-99m-DTPA aerosol to measure alveolar-capillary membrane permeability. J. Nucl. Med. 1994;35(2):207-209.

38. Кобылянский В.И., Артюшкин А.В. Исследование клиренса легкого через кровяное русло у лиц без патологии органов дыхания и больных с заболеваниями легких. Роль бронхиального и легочного кровообращения в обмене жидкости и белка в легком: тез. докл. междунар. симпоз. Л., 1989:42-43.

39. Barrowcliffe M.P., Jones J.G. Pulmonary clearance of 99mTc-DTPA in the diagnosis and evolution of increased permeability pulmonary oedema. Anaesth. Intensive Care. 1989;17(4):422-432. https://doi.org/10.1177/0310057X8901700405

40. Gumuser F.G., Pirildar T., Batok D., Sakar A., Ruksen E., Sayit E. Assessment of alveolar epithelial permeability in Behçet's disease with 99mTc-DTPA aerosol scintigraphy. Ann. Nucl. Med. 2008;22(5):349-355. https://doi.org/10.1007/s12149-007-0138-4

41. Mousa K., Onadeko B.O., Mustafa H.T., Mohamed M., Nabilla A., Omar A., Al-Bunni A., Elgazzar A. Technetium 99mTc-DTPA clearance in the evaluation of pulmonary involvement in patients with diabetes mellitus. Respir. Med. 2000;94(11):1053-1056. https://doi.org/10.1053/rmed.2000.0887

42. Stucki A.O., Stucki J.D., Hall S.R., Felder M., Mermoud Y., Schmid R.A., Geiser T., Guenat O.T. A lung-on-a-chip array with an integrated bio-inspired respiration mechanism. Lab. Chip. 2015;15(5):1302-1310. https://doi.org/10.1039/c4lc01252f